Journal Search Engine
Search Advanced Search Adode Reader(link)
Download PDF Export Citaion korean bibliography PMC previewer
ISSN : 2508-7673(Print)
ISSN : 2508-7681(Online)
Journal of People Plants and Environment Vol.15 No.3 pp.149-154
DOI :

함초 추출물이 배양 C6 Glioma 세포의 단백질 합성 및 항독효과에 미치는 영향

임요섭1, 서영미2, 손영우3, 오용열3*
1순천대학교 생명산업과학대학, 2원광보건대학교 간호학과, 3*원광대학교 의과대학

Effect of Salicornia herbacea L. Extract on Protein Synthesis and Detoxicity in Cultured C6 Glioma Cells

Yong Leol Oh3*, Yo Sup Rim1, Young Mi Seo2, Young Woo Son3
3Sanbon Medical Center, Wonkwang University
1Department of Bioindustrialscience, Sunchon National University, 2Department of Nursing, Wonkwang Health Science University
Received on March 23. 2012, Revised on May 3. 2012, Accepted on May 21. 2012

Abstract

This study was carried out to investigate the protein synthesis and the detoxic effect of Salicornia herbacea L.(SH) extract. For SH extractto examine protein synthesis, the sulforhodamin B(SRB) assay of freeze-dried SH(FSH) extract or cold-dried SH(CSH) extract was doneafter the pretreated with SH extract for 2 hours before the treatment of cadmium chloride(CdCl2). In this study, both of FSH and CSHextracts remarkably increased protein synthesis which was inhibited by CdCl2. In the detoxic effect of SH extract, acetaldehyde(ACE)showed highly toxic effect by the decrease of cell viability. And FSH extract but CSH extract showed the detoxic effect by the significantlyincrease of cell viability which was decreased by ACE. From these results, it is suggested that SH extract may be a useful resource forhealth improvement by the increase of protein synthesis and detoxic effect.

Ⅰ. 서론

각종 식물 추출물의 성분 중에는 단백질 합성능을 비롯한 항염, 항독, 항균 등과 같은 다양한 생리활성을 나타내는 여러 성분들이 함유되어 있다고 알려져 있다. 예를 들면, 이소프레노이드(isoprenoid)나 탄닌 또는 플라보노이드(flavonid)와 같은 페놀화합물(phenol compound)들은 이들의 구조식에 수산기(-OH)나 카르복실기(-COOH)와 같은 잔기를 가지고 있어 항암이나 항산화, 항독과 같은 여러 생리활성을 나타내며(Gate et al., 2007), 카로티노이드류는 항산화능(Prakash et al., 2000), 리놀렌산류는 항염 및 항통작용이 있다고 알려져 있다(O'shea et al., 1998). 주로 식물로부터 추출한 천연추출물은 대개 기존의 화학제에 비하여 독성이 없거나 또는 있다 하더라도 미미한 정도여서 장기간 사용하더라도 화학약제처럼 심각한 부작용이 나타나지 않는 특징을 가지고 있다. 따라서 많은 학자들은 이들의 식물성분을 이용하여 병변의 예방이나 치료를 위한 신약제의 개발에 많은 관심을 집중하고 있다(Ma et al., 2003). 

함초(Salicornia herbacea L.)는 우리나라의 갯벌이나 바닷가에 서식하고 있는 대표적인 염생식물로 일년생 초본식물이다(Han et al., 2003). 주로 퉁퉁마디라고 불리는데 이는 미네랄이 풍부한 다육질을 많이 함유한 데서 유래된 이름이다(Lee and An, 2002). 이같이 함초는 요오드를 비롯한 칼슘, 인, 철, 마그네슘 등과 같은 여러 종류의 미네랄을 함유하고 있을 뿐만 아니라(Seo et al., 2011), phytosterol 유도체, 베타인(betaine), 콜린(choline) 및 배당체와 같은 다양한 성분들을 가지고 있어 일명 영양소의 보고라고도 불린다(Kim et al., 2010). 

함초의 생리활성으로는 항산화를 비롯한 항암, 항균과 같은 많은 기능들이 알려져 있을 뿐만 아니라 그 밖에 면역증강, 항당뇨에대해서도 보고된 바 있다(Kim, 2008). 배양세포를 이용한 함초의 항산화에 관한 연구로는 전자공여능과 지질과산화에 대하여 보고된 바 있으며(Kim et al., 2007), 장운동에 관한 보고도 있다(Cho et al., 2008). 이에 비하여 함초 추출물의 단백질 합성이나 항독에미치는 영향에 관한 연구는 되어 있지 않다. 

단백질은 인체를 구성하는 질소화합물로서 세포의 기본적인 구성요소일 뿐만 아니라, 효소나 호르몬, 면역물질의 중요성분을 이루고 있다. 단백질은 세포내 리보솜(ribosome)과 관련된 조면내형질세망(rough endoplasmic reticulum, rER)에서 합성되며 최종적으로는 아미노산으로 분해되어 흡수된다(Li et al., 2007). 따라서 단백질 합성은 생명유지나 화학반응에 필수적이며 알기닌이나라이신 등과 같은 필수아미노산은 항암작용이나 면역에도 중요한 역할을 한다(Friedman and Brandon, 2001). 따라서 단백질 합성능은 매우 중요한 인체의 대사과정으로서 이는 sulforhodamin B(SRB)에 의하여 정량할 수 있다. SRB는 초생체염색물질(supravital dye)의 하나로 주로 세포 내의 단백질 합성과 관련된 소기관이나 효소에 작용하여 단백질 합성 정도를 분석할 수 있는 지표로 활용된다(Skehan, 1990). 

카드뮴은 독성이 강한 중금속의 하나로 이따이이따이병(itai-itai disease)을 유발하는 것으로 잘 알려져 있다(Habeebu et al., 1998). 카드뮴은 철결핍이나 단백질이 적은 식사를 할 경우 체내의 흡수율이 증가될 뿐만 아니라 뇌조직이나 뼈조직 내에 과량 축적될 경우 단백질 합성 저해를 비롯한 칼슘대사에 영향을 미친다고 알려져 있다(Saffiotti and Wagoner, 1976). 특히, 카드뮴은 세포 내 신호전달체계인 NK-kB나 c-fos를 활성화시키며 그 결과 DNA를 손상시킴으로서 돌연변이에 의한 발암이나 단백질 합성 억제 및 세포고사(apoptosis)를 유발한다고 보고된 바 있다(Wang et al., 1998). 

한편, 아세트알데하이드(acetaldehyde)는 포름알데하이드(formaldehyde)와 같이 알데하이드류에 속하는 물질의 하나로서 파인애플과 같은 과일류에도 함유되어 있어 향기성분으로 작용한다(Morgan and Lapp, 1976). 반면, 아세트알데하이드는 1988년에 고시된 산업안전보건법에 이하면 아크롤레인(acrolein)이나 포름알데하이드와 같이 독성이 있는 알콜류의 유해물질로 분류되어져 있으며, 또한 알콜 분해산물의 하나로도 알려져 있다(Chung and Yun, 1990). 특히, 아세트알데하이드는 독성이 강한 휘발성과 돌연변이성을 가지고 있으며 이의 독성기전에 대해서는 잘 알려져 있지 않지만 일반적으로 알콜류에서 볼 수 있듯이 호흡기계나 뇌조직에서 세포 내 효소의 활성저해나 세포소기관 등에 영향을 준다고 알려져 있다(Gaensler, 1972). 

본 연구는 염생식물의 일종인 함초의 생리활성을 알아보기 위하여 함초 추출물이 단백질 합성 및 항독에 미치는 효과를 구명하였다. 

Ⅱ. 연구방법

1. 세포주

American Type Culture Collection(ATCC)에서 분양 받은 C6 glioma 세포를 사용하였다. 

2. 약제 제조

본 실험에 사용한 cadmium chloride(CdCl₂)를 비롯한 acetaldehyde(ACE), dimethylsulfoxide(DMSO), phosphate buffered saline(PBS), sulforhodamin B(SRB)는 각각 Sigma사(St. Luios, MO, U.S.A.)에서 구입하였다. CdCl₂나 ACE의 시약은 일정 농도의 저장액을 만들기 위하여 무혈청인 minimum essential medium (MEM, Gibco Co., U.S.A.)이나 PBS로 농도별로 일정 농도를 만들어 냉암소에 보관한 다음 실험당일에 최종 농도로 희석하여 사용하거나 필요한 양을 직접 배양액에 첨가하여 사용하였다. 2,3-bis-[2-methoxy-4-nitro-5- sulfophenyl]-2Htetrazolium-5-caboxanilide,disodium salt(XTT, Sigma Co., U.S.A.)는 PBS에 희석하여 0.5mg /mL 저장액을 만든 후 냉암소에 보관한 다음 실험에 사용하였다. 

3. 세포 배양

변형된 Michikawa et al.(1994)의 방법에 따라 배양용기에 부착된 세포를 0.025% trypsin(Sigma Co., U.S.A.)을 처리하여 세포를 분리하였다. 분리된 세포는 10% fetal bovine serum(FBS, Sigma Co., U.S.A.)이 첨가된 MEM 배양액에 넣어 균일하게 부유시킨 다음 well당 1×106 의 세포로 산정하여 36℃, 5% CO2 로 조절된 항온기 내에서 72시간 동안 배양하였다. 

4. 함초(Salicornia herbacea L.)추출

전남 순천만에 자생하고 있는 함초의 지상부를 채취하여 동정 확인한 다음 냉동건조 함초(freeze-dried Salicornia herbacea L., FSH) 및 냉풍건조 함초(cold-dried Salicornia herbacea L., CSH)의 시료를 제조하였다. 함초 추출을 위하여 각각 보관중인 FSH 64.3 g과 CSH 71.9g에 이의 3배량의 에탄올을 가한 후 24시간 동안 3회 반복 추출하였다. 추출된 액을 모아 여과한 다음 진공농축기에서 감압 농축시킨 후 FSH는 5.8g, CSH는 6.4g의 시료를 각각 얻었다. 각각의 수율은 FSH가 9.0%, CSH가 8.9%로 나타났다. 

5. CdCl2의 처리

배양 세포에 10∼50μM의 CdCl2 를 각각 48시간 동안 처리한 다음 이의 영향을 대조군과 비교 조사하였다. 

6. ACE의 처리

45∼60μM의 ACE가 각각 포함된 배양액을 배양 세포에 4시간 동안 처리한 후 이의 영향을 세포생존율에 의하여 대조군과 비교 조사하였다. 

7. 함초추출물 처리

CdCl2 나 ACE에 midcytotoxicity value(MCV)를 배양 세포에 처리하기 2시간 전에 25∼100μg․mL-1 농도의 FSH 추출물 또는 CSH 추출물을 각각 처리하였다. 

8. 색분광분석(colorimetric assay)

배양 세포에 약제나 추출물을 농도별로 처리한 다음 0.05g․mL-1 의 XTT를 well당 100μL씩 넣어 4시간 동안 배양하였다. 배양 완료 후 생성물질의 추출을 위하여 DMSO로 처리한 다음 ELISA reader로 450nm에서 흡광도를 측정하였다. 

9. SRB 분석

SRB의 측정은 변형된 Skehan(1990)의 방법에 따라 약제나 추출시료를 처리한 배양 세포를 4℃의 TCA용액으로 고정한 후 2-3회 수세하였다. 수세 건조 후 acetic acid로 세척하고 0.4% SRB를 처리하여 실온에서 방치하였다. 이를 다시 수세한 다음 10mM Tris base로 처리한 후 490nm에서 ELISA reader로 흡광도를 대조군과 비교 조사하였다. 

10. 항독효과 측정

FSH 추출물 또는 CSH 추출물을 배양 세포에 MCV 농도의 ACE를 처리하기 2시간 전에 각각 25∼100μg․mL-1 로 처리한 후 ELISA reader로 450nm에서 대조군과 비교 조사하였다. 

11. 광학현미경적 관찰

세포의 형태적 변화를 조사하기 위하여 세포를 배양중인 배양용기를 직접 위상차현미경(TE-2000, Japan)에 놓고 검경하였으며, 필요시 부착된 사진기로 직접 촬영하였다. 

12. 통계처리

실험 자료는 SPSS(version 12)에 의하여 통계분석하였으며 mean±S.D.로 표시하였다. 자료에 대한 유의성 검정은 일변량분산분석(ANCOVA)에 의하였으며 p-value가 0.05 미만의 경우를 유의한 것으로 하였다. 

Ⅲ. 결과 및 고찰

1. CdCl2의 XTT50 농도 측정

배양 세포에 10∼50μM의 CdCl2 를 각각 처리한 결과 H2O2는 농도 의존적으로 세포생존율을 유의하게 감소시켰으며, XTT50 값은 50μM에서 나타났다(Table 1). 본 실험 결과는 Azzouri et al.(1994)이 인체 T세포주에서 카드뮴이 세포 손상을 야기하였다는 보고와 일치하였다. 본 실험에서 CdCl2가 배양 세포의 세포생존율을 감소시킨 것은 CdCl2가 세포 내 전사물질인 AP-1이나 c-Jun 또는 c-fos나 NF-kB등을 활성화시킴으로서 핵산물질의 전사나 번역을 방해한 결과였거나(Matsuoka and Igisu, 1998), 세포내 과립내형질세망이나 리보소체의 활성을 감소시킴으로서 세포 내 단백질 합성 억제에 의한 세포증식이나 세포분열을 방해한 결과일 가능성이 클 것(Beyersmann and Hechtenberg, 1997)으로 생각된다. 따라서 본 연구에서는 CdCl2 에 의한 세포 손상을 단백질 합성 측면에서 조사하였다. 

Table 1. The XTT50 value of cultured C6 glioma cells exposed to different concentrations of cadmium chloride(CdCl2).

2. FSH 추출물이 CdCl2에 의해 손상된 세포의 단백질 합성에 미치는 영향

FSH 추출물 25, 50, 100μg․mL-1 로 배양 세포를 전처리한 결과(Table 2), XTT50  농도의 CdCl2 처리에서는 단백질 합성률이 대조군 대비 43.8%로 나타난 데 비하여 25μg․mL-1  추출물 처리에서는 60.6%로 CdCl2 만의 처리에 비하여 유의한 증가를 보였다(P<0.05). 또한, 50μg․mL-1 과 100μg․mL-1 추출물 처리에서는 각각 68.1%와 81.0%로 나타나 이는 모두 CdCl2 만의 처리에 비하여 유의한 증가를 나타냈다(P<0.001)(Table 2). 

Table 2. Effect of freeze-dried Salicornia herbacea L.(FSH) extract on protein synthesis of cultured C6 glioma cells damaged by cadmium chloride (CdCl2).

본 실험에서 FSH 추출물이 CdCl2 로 손상된 단백질 합성을 증가시킨 것은, FSH 추출물이 CdCl2 에 의한 단백질 합성저해를 방어 한 결과로서, 이는 여러 요인이 작용했을 가능성을 배제할 수는 없으나 이 보다는FSH 추출물이 단백질 합성과 관련된 세포내 효소나 내형질세망(endoplasmic reticulum)과 같은 세포소기관의 활성을 증진시켜준 결과일 가능성이 클 것으로 생각된다(Friedman and Brandon, 2001). 이러한 증거로는 본 실험에서 시행한 SRB분석이 세포내 단백질과 관련된 세포소기관의 효소활성을 측정하기 때문이다(Skehan, 1990). 

3. CSH 추출물이 CdCl2에 의해 손상된 세포의 단백질 합성에 미치는 영향

CSH 추출물 25, 50, 100μg․mL-1 로 배양 세포를 전처리한 결과 CdCl2 만의 처리에서 단백질 합성률은 대조군 대비 54.4%인데 비하여 25μg․mL-1  CSH 추출물의 처리에서는 62.1%로 나타났다(Table 3). 또한, 50μg․mL-1 와 100μg․mL-1  CSH 추출물 처리에서는 각각 67.6%(P<0.05))와 74.7%(P<0.001)로 나타나 모두 CdCl2 만의 처리에 비하여 유의하게 증가하였다(Table 3). 본 실험에서 CSH 추출물이 FSH 추출물처럼 CdCl2 의 세포독성을 유의하게 방어하였으며, 이는 CSH 추출물이 FSH 추출물과 같은 활성을 나타낸 결과(Friedman and Brandon, 2001)로 생각된다. 

Table 3. Effect of cold-dried Salicornia herbacea L.(CSH) extract on protein synthesis of cultured C6 glioma cells damaged by cadmium chloride (CdCl2).

4. ACE의 세포독성

배양 중인 세포에 45, 50, 55, 60μM ACE가 각각 포함된 배양액을 처리한 결과 ACE는 처리 농도에 따라 세포생존율을 유의하게 감소시킴으로서 세포독성을 나타냈으며, XTT50 값은 50μM에서 나타났다. 본 실험 결과는 Borenfreund et al.(1988)의 독성판정기준에 의하면 ACE는 고독성(highly-toxic)인 것으로 나타났다. 특히, ACE와 같이 알콜류에 속하는 물질들은 알데하이드기(-CHO)를 가지고 있어 휘발성과 발암작용이 강한 것으로 알려져 있을 뿐만 아니라(Miller, 1970), 호흡계를 비롯한 뇌조직이나 피부조직에 세포손상을 나타낸다고 보고된 바 있다(Bridges, 1976). 

본 실험에서 ACE를 처리한 배양 세포에서 세포생존율이 감소된 것은 ACE가 세포 내 DNA나 RNA의 전사를 방해하였을 가능성도 배제할 수는 없지만, 그 보다는 호흡계와 관련이 깊은 세포소 기관의 활성을 저해한 결과일 가능성이 클 것으로 생각된다. 이 같은 이유의 하나로서, 본 연구에서 행한 색분광분석이 사립체의 효소활성을 분석한 것임을 고려하면 (Mosmann, 1983), ACE가 사립체를 손상시킴으로서 세포의 퇴화를 초래하였을 가능성이 클 것으로 생각된다. 또한, 본 연구 결과는 Yoo et al.(1992)이 배양 섬유모세포에서 CdCl2 의 사립체에 의한 세포손상을 보고한 결과와도 일치하였다. 

Table 4. The cytotoxicity of acetaldehyde(ACE) on cultured C6 glioma cells.

5. FSH 추출물이 ACE의 항독에 미치는 효과

25∼100μg3․mL-1 농도의 FSH추출물 각각을 배양 세포를 전처리한 결과 midcytotoxicity(MCV) 농도의 ACE의 처리에서는 세포생존율이 대조군 대비 53.4%로 나타난 데 비하여 25μg․mL-1 과 50μg․mL-1  추출물 처리에서는 각각 56.7%와 59.6%로 나타났다. 또한, 100μg․mL-1  추출물 처리에서는 세포생존율이 64.6%로 나타나 이는 CdCl2 만의 처리에 비하여 유의한 증가를 나타냈다(P<0.05)(Table 5). 본 실험에서 FSH 추출물이 CdCl2 의 독성에 의해 감소된 세포생존율을 증가시킴으로서 항독효과를 나타낸 것은 함초 추출물의 성분 중 stigmasterol이나 stigmasta와 같은 phytosterol의 생리활성 때문인 것으로 생각된다. 즉, phytosterol은 분자구조의 C3에 하이드록실기(-OH)를 가지고 있어 항산화를 비롯한 항독, 항암 등에 뛰어난 효능을 가지고 있다고 알려져 있다(Shi, 2002).

Table 5. The detoxic effect of freeze-dried Salicornia herbacea L.(FSH) extract on cultured C6 glioma cells damaged by aectaldehyde(ACE).

6. ACE에 대한 CSH 추출물의 항독효과

CSH 추출물 25, 50, 100μg․mL-1 이 각각 포함된 배양액에서 세포를 전처리한 결과 ACE만의 처리에서 세포생존율은 대조군 대비 33.6%인 데 비하여 25μg․mL-1  CSH 추출물 처리에서는 34.2%로 나타났다(Table 6). 또한, 50μg․mL-1 와 100μg․mL-1  CSH 추출물 처리에서는 각각 39.6%와 43.0%로 나타나 모두 ACE만의 처리에 비하여 다소 증가를 하였으나 유의성은 나타나지 않았다(Table 6). 본 실험에서 CSH 추출물이 FSH 추출물처럼 ACE에 의한 세포독성을 방어하지 못한 것은 CSH 추출물을 제조하는 과정 중에 효소의 불활성화나 일부 성분의 소실에 의한 결과일 것으로 생각된다(Kim et al., 2010).

Table 6. The detoxic effect of cold-dried Salicornia herbacea L.(CSH) extract on cultured C6 glioma cells damaged by aectaldehyde(ACE).

7. 광학현미경적 관찰

광학현미경에 의한 세포의 형태적 변화 관찰에 잇어서 CdCl2 로 처리한 실험군에서는 대조군(Fig. 1A)에 비하여 현저한 세포의 수나 세포돌기의 감소가 관찰되었다(Fig. 1B). 반면, FSH 추출물 100․mL-1 농도의 처리에서는 XTT50  농도의 CdCl2 만의 처리에 비하여 세포수나 세포돌기가 유의하게 증가한 것으로 관찰되었다(Fig. 1C). 본 실험 결과는 FSH 추출물이 CdCl2 에 의한 세포손상을 방어한 것으로서 이는 본 실험에서 행한 단백질 합성 에 대한 분석과도 일치한 것으로 나타났다. 

Fig. 1. The light microscopy. The cells were grown in the culture bottle compactly in contro(A). The cell number and cytoplasmic processes treated with CdCl2 were remarkably decreased than those of control(B). The cultured cells pretreated with FSH extract were more increased than those of CdCl2-treated group(C).

이상의 연구 결과는 FSH와 같은 함초추출물이 CdCl2 나 ACE에 의해 손상된 단백질 합성 및 독성에 유효한 효과를 보여줌으로서 면역이나 해독에 관한 적용분야에 있어 활용성이 클 것으로 생각된다. 

Ⅳ. 적요

명아주과(Chenopodiaceae) 식물인 함초(Salicornia herbacea L., SH) 추출물이 단백질 합성과 항독효과에 미치는 영향을 배양 C6 glioma 세포를 재료로 조사하여 다음과 같은 결과를 얻었다. 본 연구에서 CdCl2 는 배양 C6 glioma 세포에 처리한 농도에 비례하여 세포생존율을 유의하게 감소시켰으며, 이 때 중간독성값(midcytotoxicity value, MCV)은 50μM에서 나타나 고독성인 것으로 나타났다. 광학현미경적 관찰에 있어서, CdCl2의 처리군에서는 세포수와 세포돌기가 대조군에 비하여 유의하게 감소된 반면, FSH 추출물 전처리에서는 CdCl2의 처리군에 비하여 현저한 세포수와 세포돌기의 증가를 나타냈다. 한편, acetaldehyde(ACE)는 배양 C6 glioma에 세포독성을 나타냈다. 단백질 합성에 대한 냉동함초(freezed-SH, FSH) 추출물은 CdCl2로 감소된 단백질 합성을 유의하게 증가시켰으며, 또한 항독효과에 있어서도 ACE의 독성에 의하여 감소된 세포생존율을 유의하게 증가시킴으로서 ACE에 대한 항독효과를 나타냈다. 이에 비하여, 냉풍 함초(cold-SH, CSH) 추출물은 단백질 합성에 있어서 FSH 추출물 처럼 CdCl2의 처리군에 비하여 유의한 증가를 보였으나 항독효과에 대해서는 아무런 영향을 나타내지 않았다. 이상의 결과로부터 함초 추출물은 단백질 합성능과 항독효과를 나타냄으로서 건강증진을 위한 소재로서의 활용가능성이 클 것으로 생각된다. 

Reference

1.Azzouri, B.E.I., G.T. Tsanaris, T. O. Pellegrini, Y. Manuel, J. Benveniste, and Y. Thomas. 1994. Cadmium induces apoptosis in human T cell line. Toxicology 88:127-139.
2.Beyersmann, D. and S. Hechtenberg. 1997. Cadmium gene regulation and cellular signalling in mammalian cells. Toxicol. Appl. Pharmacol. 144:247-261.
3.Borenfreund, E., H. Babichi, and N. Matin-Alcuacil. 1988. Comparisons of two in vitro cytotoxicity assay. The neutral red(NR) and tetrazolium MTT tests. Toxicol. In Vitro 2:1-8.
4.Bridges, B.A. 1976. Short term screening tests for carcinogens. Nature 261:195-198.
5.Cho, Y.S., S.I. Kim, and Y.S. Han. 2008. Effects of slander glasswort(Salicornia hercea L.) extract on improvements in Bowel function and constipation relief. Kor. J. Food Sci. Technol. 40(3):326-331.
6.Chung, C.K. and I.G. Yun. 1990. Screening of respiratory impairments in anthracoisis. Kor. J. Occupational Med. 2(1):93-97.
7.Friedman, M. and D. Brandon. 2001. Nutritional and health benefits of soy protein. J. Agric. Food Chem. 49(3):1069-1086.
8.Gates, M.A., S.S. Tworoger, J.L. Hecht, I. De Vivo, B. Rosner, and S.E. Hankinson. 2007. A prospective study of dietary flavonoid intake and incidence of epithelial ovarian cancer. Int. J. cancer 121:2225-2232.
9.Gaensler E.A. 1972. Pathological, physiological and radiological correlation in the pneumoconioses. Ann. New York Acad. Sci. 200:574-579.
10.Han, S.K., S.M. Kim, and B.S. Pyo. 2003. Antioxidative effect of glasswort(Salicornia herbacea L.) on the lipid oxidation of pork. Kor. J. Food Sci. Resour. 23(1):46-49.
11.Habeebu, S.S.M., J. Liu, and C.D. Klaassen. 1998. Cadmiuminduced apoptosis in mouse liver. Toxicol. Appl. Pharmacol. 149(2):203-209.
12.Kim, J.H., J.Y. Song, J.M. Lee, S.H. Oh, H.J. Lee, H.J. Choi, J.M. Goand, and Y.H. Kim. 2010. A study on physiochemical property of Salicornia herbaciea and Suaeda japonica. J. Food Hyg. Safety 25(2):170-179.
13.Kim, M.W. 2007. Effects of Salicornia herbacea L. supplementation on lipid peroxidation and mineral levels in streptozotocininduced diabetic rats. Kor. J. Nutr. 40(5):403-412.
14.Kim, M.W. 2008. Effects of Salicornia herbacea L. supplementation on antioxidative enzyme activities in streptozotocin-induced diabetic rats. Kor. J. Nutr. 41(7):583-593.
15.Lee, J.T. and B.J. An. 2002. Detection of physical activity of Salicornia herbacea. Kor. J. Herbol. 17(2):61-69.
16.Li, Y.L., G.P. Gan, H.Z. Zhang, H.Z. Wu, C.L. Li, Y.P. Huang, Y.W. Liu, and J.W. Liu. 2007. A flavonoid glycoside isolated from Smilax china L. rhizome in vitro anticancer cell lines. J. Ethnopharmacol. 113(1):115-124.
17.Ma, J., X.D. Luo, P. Protiva, H. Tang, C. Ma, M.J. Basile, I.B. Weinstein, and E.J. Kennelly. 2003. Bioactive novel polyphenols from the fruit of Manikara zapota(sapodolla). J. Nat. Prod. 66(7):983-986.
18.Matsuoka, M. and H. Igisu. 1998. Activation of c-Jun NH2-terminal (JNK/SAPK) in LLC-PK1 cells by cadmium. Biochem. Biophys. Res. Comm. 251:527-532.
19.Michikawa, M., K.T. Lim, J.G. McLarnon, and S.U. Kim. 1994. Oxygen radical induced neurotoxicity in spinal cord neuron cultures. J. Neurosci. Res. 37:62-70.
20.Miller, J.A. 1970. Carcinogenesis by chemicals: An overview. Cancer Res. 30:559-563.
21.Morgan, W.K. and N.L. Lapp. 1976. Respiratory disease in coal miners. American Review of Respiratory Diseases 113:4-9.
22.Mosmann, T. 1983. Rapid colorimetric assay for cellular growth and survival: Application to proliferation and cytotoxic assays. J. Immunol. Methods 65:55-63.
23.O'shea, M., F. Lawless, C. Staton, and R. Devery. 1998. Conjugated linoleic acid in bovine milk fat: a food-based approach to cancer chemoprevention. Trends Food Sci. Technol. 9:192-196.
24.Prakash, P., N.I. Krinsky, and R.M. Russel. 2000. Retinoids, carotinoids, and human breast cancer cell cultures. A review of differential effects. Nutr. Rev. 58(6):170-176.
25.Saffiotti, V. and J.K. Wagoner. 1976. Occupational carcinogenesis. Ann. New York Acad. Sci. 271:92-96.
26.Seo, Y.M., S.T. Park, S.J. Jekal, S.M. Kim, and Y.S. Rim. 2011. A study on the physioactivities of Salicornia herbacea L. grown in Sunchon Bay on cell viability and antioxidative effect in cultured C6 glioma cells. Kor. J. Clin. Lab. Sci. 43(3)98-104.
27.Shi, J. 2002. Lycopene: biochemistry and functionality. Food Sci. Biotechnol. 11(5):574-581.
28.Skelan, P. and R. Storeng. 1990. New colorimetric cytotoxicity assays for anticancerdrug screening. J. Natl. Cancer Inst. 82:1107-1112.
29.Wang, Z. and Templeton. 1998. Induction of c-fos protooncogene in mesangial cells by cadmium. J. British Columbia 273(1): 73-79.
30.Yoo, T.W., S.I. Ban, H.J. Kim, Y.I. Kim, and T.T. Chung. 1992. A study on the cytotoxicity of cadmium in cultured rat fibroblasts. Wonkwang. J. Environ. Sci. 1:27-38.